Portaria 241/90
de 4 de Abril
Considerando a Directiva do Conselho n.º 77/96/CEE , de 31 de Janeiro, relativa aos métodos de pesquisa de triquinas para as carnes de suíno importadas de países terceiros;

Considerando o Decreto-Lei 79/90, de 12 de Março, que transpõe a Directiva n.º 77/96/CEE , de 31 de Janeiro, para a ordem jurídica nacional:

Manda o Governo, pelo Ministro da Agricultura, Pescas e Alimentação, ao abrigo do artigo 2.º do Decreto-Lei 79/90, de 12 de Março, o seguinte:

1.º Para efeitos da presente portaria, entende-se por:
«Carnes frescas» - as carnes frescas de suíno, incluindo a carne acondicionada em vácuo ou atmosfera controlada que não tenha sofrido qualquer tratamento além do frio, de modo a assegurar a sua conservação;

«Exame» - o exame, cujo objectivo é detectar a presença de triquinas nas carnes frescas;

«Médico veterinário oficial» - o médico veterinário designado pela autoridade sanitária nacional competente.

2.º - 1 - Para serem admitidas nas transacções intracomunitárias as carnes frescas provenientes de países terceiros que contenham músculos esqueléticos devem ser submetidas a exame efectuado sob o controlo e a responsabilidade do médico veterinário oficial.

2 - O exame deve ser efectuado, segundo um dos métodos indicados no anexo I, na carcaça inteira ou em cada meia carcaça, quarto ou pedaço destinados a serem importados pela Comunidade.

3 - O exame deve realizar-se num matadouro oficialmente aprovado pelo país expedidor, nos termos legais em vigor, antes da aposição da marcação de salubridade.

4 - Se o exame não puder fazer-se no país expedidor, a importação de carnes frescas em Portugal só pode ser autorizada se aquele exame se realizar em território nacional, num posto de controlo, aquando do controlo de salubridade efectuado nos termos legais.

5 - Se o resultado do exame for negativo, as carnes frescas devem ser marcadas com um corante identificador imediatamente após a sua conclusão, de acordo com o anexo III.

3.º - 1 - Em derrogação do disposto no artigo anterior, as carnes frescas provenientes de certos países terceiros podem ser dispensadas de exame, mediante autorização da entidade competente, desde que sejam sujeitas a um tratamento pelo frio, nos termos do anexo IV.

2 - O tratamento referido no número anterior deve ser efectuado em estabelecimento situado no território do país expedidor que respeite as condições do n.º 5.º, devendo a sua execução ser objecto de atestado, passado pelo médico veterinário oficial, constante do certificado de salubridade que acompanha as carnes frescas.

3 - Quando o tratamento não seja feito no país terceiro expedidor, deve o mesmo ser executado no posto de controlo a que se refere o n.º 4 do número anterior e atestado pelo médico veterinário oficial no certificado de salubridade que acompanha as carnes frescas.

4.º Sem prejuízo da legislação em vigor, a admissão de um matadouro à execução do exame, de uma sala de desmancha à operação de desmancha ou à desossagem das carnes frescas que foram submetidas àquele exame e de um estabelecimento ao tratamento pelo frio depende, no que respeita aos matadouros, dos seguintes requisitos:

a) Da existência de locais e aparelhagem necessários para a execução do exame;
b) De pessoal com formação específica para a execução do exame.
5.º - 1 - A admissão de matadouro ou de salas de desmancha só pode fazer-se se as autoridades competentes do país tiverem oficialmente reconhecido que os matadouros ou as salas de desmancha satisfazem as condições previstas no n.º 7.º e no anexo III e que, no caso dos matadouros, estes dispõem de laboratório, de acordo com as condições previstas no capítulo I do anexo II e ainda satisfazem as disposições dos anexos I e II.

2 - Qualquer estabelecimento só é autorizado a fazer o tratamento pelo frio se as autoridades competentes do país terceiro de origem tiverem oficialmente reconhecido o preenchimento das condições previstas no anexo IV e que, no tocante aos matadouros, disponham de laboratório, nos termos dos anexos I e II.

6.º Deve ser inscrita uma menção especial na ou nas listas dos estabelecimentos donde os Estados membros podem autorizar a importação de carnes frescas em relação aos nomes daqueles estabelecimentos que respeitam os requisitos previstos nos n.os 4.º e 5.º

7.º - 1 - Nos matadouros admitidos de acordo com o presente diploma o abate dos suínos cujas carnes se destinem à Comunidade deve efectuar-se em locais próprios ou, na sua falta, em momentos diferentes daqueles em que são abatidos os suínos cujas carnes não são destinadas à Comunidade, excepto se estas forem submetidas a um exame efectuado nos termos da legislação comunitária aplicável.

2 - O corte e a desossagem das carnes examinadas cujo resultado da pesquisa de triquinas é negativo e que se destinem à Comunidade devem efectuar-se nas salas de desmancha, conforme os n.os 4.º, 5.º e 6.º

3 - Nas salas de desmancha referidas no número anterior o corte ou a desossagem das carnes deve efectuar-se em locais próprios ou, na sua falta, em momentos diferentes do corte ou da desossagem das carnes que não são destinadas à Comunidade, excepto se estas foram submetidas a um exame nos termos da legislação comunitária aplicável.

8.º O Estado Português deve elaborar a lista dos postos de controlo visados no n.º 4 do n.º 2.º onde podem ser feitos o exame e o tratamento pelo frio e comunicá-la à Comissão das Comunidades Europeias.

Ministério da Agricultura, Pescas e Alimentação.
Assinada em 19 de Março de 1990.
O Ministro da Agricultura, Pescas e Alimentação, Arlindo Marques da Cunha.

ANEXO I
Métodos de pesquisa das triquinas
I - Exame triquinoscópico
a) Aparelhagem:
1) Triquinoscópio de lâmpada incandescente que permita um aumento de 50 e 80 a 100 vezes;

2) Compressor constituído por duas lâminas de vidro que possam ser comprimidas uma contra a outra, sendo uma delas dividida em zonas iguais;

3) Pequenas tesouras curvas;
4) Pequena pinça;
5) Faca para corte de amostras;
6) Pequenos recipientes numerados destinados a recolher as amostras;
7) Conta-gotas;
8) Frasco de ácido acético;
9) Frasco que contenha uma solução de potassa cáustica para clarificação em caso de calcificação eventual ou para amolecer a carne seca.

b) Colheita das amostras:
1) Quando a carcaça estiver inteira, é necessário colher, pelo menos, uma amostra do tamanho de uma avelã em cada um dos pilares do diafragma, na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa;

2) Se só existir um pilar do diafragma, é necessário colher uma amostra do dobro do tamanho na zona do diafragma próxima das costelas ou do esterno, ou na musculatura da língua ou nos músculos mastigadores, ou ainda nos músculos abdominais;

3) Para os pedaços de carne colhem-se de cada um, em pontos diferentes, três amostras de músculos esqueléticos, com pouca gordura, do tamanho de uma avelã, e, na medida do possível, próximo dos ossos e tendões.

c) Modo operatório:
1) De cada uma das amostras colhidas nas carcaças inteiras acima descritas o controlador das triquinas deve cortar de cada um, se existirem os dois pilares do diafragma, sete porções do tamanho de um grão de aveia, isto é, 14 fragmentos no total, e, caso só haja um único pilar do diafragma, 14 porções em locais diferentes, se possível na zona intermédia entre o músculo e o tendão, e prensá-las entre as lâminas de vidro do compressor, de modo que os caracteres impressos normais possam ser lidos facilmente através das preparações. Se a carne dos pedaços a examinar estiver seca e envelhecida, as preparações devem ser imersas durante 10 a 20 minutos numa lixívia de potassa diluída com dois volumes de água antes de serem prensadas;

2) No caso das carcaças inteiras, se as amostras provêm da zona do diafragma situada próximo das costelas ou do esterno, da musculatura da língua ou dos músculos mastigadores ou ainda dos músculos abdominais, devem ser colhidos de cada amostra 14 fragmentos do tamanho de um grão de aveia, isto é, 28 fragmentos no total. De cada uma das amostras colhidas nos pedaços de carne o controlador das triquinas deve cortar quatro fragmentos do tamanho de um grão de aveia, ou seja, 12 fragmentos do total;

3) O exame triquinoscópico deve fazer-se de modo que cada preparação seja examinada lenta e cuidadosamente. Se durante o exame triquinoscópico se detectarem zonas suspeitas, cuja natureza não pode ser determinada com exactidão, mesmo com a ajuda de forte aumento do triquinoscópio, dever-se-á proceder a um controlo microscópico;

4) O exame microscópico deve fazer-se de modo que cada preparação seja lenta e cuidadosamente examinada, com um aumento de 30 a 40 vezes;

5) Em caso de dúvidas, o exame deve prosseguir com outras amostras e preparações, se necessário com aumentos superiores, até que as dúvidas se esclareçam. O exame triquinoscópico deve durar, pelo menos, três minutos;

6) Em caso de utilização de amostras de substituição provenientes da zona do diafragma próxima das costelas ou do esterno, da musculatura da língua ou dos músculos mastigadores ou ainda dos músculos abdominais, o exame triquinoscópico deve, pelo menos, durar seis minutos;

7) O tempo mínimo fixado para o exame não compreende o tempo necessário para a colheita das amostras e para a confecção das preparações;

8) Cada controlador não deve examinar ao triquinoscópio mais de 840 fragmentos por dia, e, excepcionalmente, 1050.

II - Método de digestão artificial
a) Aparelhos e material:
1) Faca para colheita das amostras;
2) Pequenos recipientes numerados que se possam fechar para a conservação das amostras até à renovação dos exames;

3) Estufa;
4) Funil em vidro de 2 l a 3 l, com suporte e tubo de ligação em borracha, pinças para ramificações do tubo de ligação;

5) Crivo em plástico (diâmetro de cerca de 18 cm e malha de cerca de 1 mm);
6) Gaze;
7) Tubo afilado de ponta soldada;
8) Cuvette;
9) Picador de carne;
10) Estereomicroscópio (aumento 15 a 40 vezes) com iluminação apropriada;
11) Líquido de digestão preparado a partir de 10 g de pepsina «80 U/g FIP (Federação Internacional de Farmácia)», 5 ml de HCL (pelo menos, 37%); perfazer 1 l com água corrente.

b) Colheita das amostras:
1) Quando as carcaças estiverem inteiras, colher uma amostra de, pelo menos, 20 g num dos pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa. Se não houver pilar do diafragma, colher a mesma quantidade na zona do diafragma próxima das costelas ou do esterno, na musculatura da língua ou nos músculos mastigadores ou ainda na musculatura abdominal;

2) Para os pedaços de carne, colher uma amostra de, pelo menos, 20 g dos músculos esqueléticos, com pouca gordura e, na medida do possível, próximo dos ossos e tendões.

c) Método:
1) Para o exame de uma amostra colectiva proveniente de 10 porcos é colhida uma amostra de 10 g de cada amostra individual (20 g); os 10 g restantes são guardados para um exame individual eventualmente necessário;

2) São reunidas numa amostra colectiva 10 amostras de 10 g cada uma trituradas numa picadora (com orifícios de 2 mm de diâmetro) e colocadas sem compactação no crivo revestido por uma gaze. O crivo é então suspenso num funil, ligado por um tubo de borracha a um tubo afilado, de ponta soldada. O funil é enchido com o líquido de digestão até cobrir completamente o material de análise. A relação material de análise, líquido de digestão, deve ser cerca de 1/20 a 1/30;

3) Após incubação de 18 a 20 horas de 37ºC a 39ºC, o tubo afilado é desligado. Eliminar com precaução o líquido neste tubo e recolher numa cápsula o sedimento que é lavado. Pesquisar a presença das triquinas com a ajuda do estereomicroscópio com um aumento de 20 a 40 vezes;

4) Em caso de resultado positivo ou duvidoso da análise de uma amostra colectiva, analisar individualmente as amostras restantes, mais 20 g colhidas em cada porco, ou, no caso de se tratar de pedaços de carne, mais 20 g colhidos em cada pedaço, segundo a alínea b).

III - Método da digestão artificial de amostras colectivas
a) Aparelhos e reagentes:
1) Faca e pinças para a colheita das amostras;
2) Trituradora com orifícios entre 2 mm e 3 mm de diâmetro;
3) Balão de Erlenmeyer de 3 l com rolha de borracha ou de algodão cardado;
4) Funil cónico de separação de 2000 ml de capacidade;
5) Suporte vulgar de pé em A de 28 cm de comprimento, com haste de 80 cm;
6) Anel de 10 cm a 11 cm que possa ser fixado no suporte;
7) Pinça com mandíbula plana (23 mm/40 mm) que possa ser ligada ao suporte por meio de manga dupla;

8) Crivo (de malha 177) de 11 cm de diâmetro exterior, com rede de arame, em latão ou em aço inoxidável;

9) Funil de diâmetro interior de, pelo menos, 12 cm;
10) Proveta graduada de 100 ml;
11) Estereomicroscópio (aumento de 15 a 40 vezes) que disponha de uma iluminação adequada ou um triquinoscópio com mesa horizontal, para a placa compressora, dispondo de iluminação adequada;

12) Em caso de utilização do triquinoscópio, uma cuvette para a contagem das larvas formada por placas acrílicas de 3 mm de espessura, com as seguintes características:

Fundo: 180 mm x 40 mm, dividido em quadrados;
Placas laterais: 230 mm x 20 mm;
Placas frontais: 40 mm x 20 mm;
13) O fundo e as placas frontais devem ser fixados entre as placas laterais, de modo a formar uma cuvette, com duas pegas nas extremidades. A parte superior do fundo deve estar elevada 7 mm a 9 mm em relação à base do quadrado formado pelas placas laterais e frontais. As placas devem ser fixadas com cola apropriada ao material;

14) Em caso de utilização do estereomicroscópio, uma série de caixas de Petri de 9 cm de diâmetro, com fundo dividido em quadrados de 10 mm x 10 mm por um instrumento pontiagudo;

15) Várias tinas de 10 l, a empregar aquando da descontaminação da aparelhagem por um tratamento como o formol, e para o suco digestivo restante, em caso de resultado positivo;

16) Ácido clorídrico concentrado (37%);
17) Pepsina de concentração: 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondendo a 1:12 500 BP (British Pharmacopea) e a 2000 FIP (Federação Internacional de Farmácia);

18) Um número de placas que possam conter 50 amostras de cerca de 2 g cada uma;

19) Balança de precisão de 0,1 g.
b) Colheita das amostras:
1) Quando as carcaças estiverem inteiras colher uma amostra de, aproximadamente, 2 g num dos pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa. Se não houver pilar do diafragma, colher a mesma quantidade na parte do diafragma situada próximo das costelas ou do esterno, ou na musculatura da língua ou músculos mastigadores, ou ainda na musculatura abdominal;

2) Para os pedaços de carne, colher uma amostra de, aproximadamente, 2 g nos músculos esqueléticos, com pouca gordura e, na medida do possível, próximo dos ossos ou dos tendões.

c) Método:
Para grupos completos de amostras (100 de cada vez):
1) Colhe-se uma amostra de cerca de 1 g em cada uma das 100 amostras individuais proveniente dos porcos. A amostra colectiva é passada uma vez no picador;

2) A carne picada é colocada num balão de Erlenmeyer de 3 l, com 7 g de pepsina, e coberta com 2 l de água corrente aquecida a uma temperatura aproximada de 40ºC a 41ºC e 25 ml de ácido clorídrico concentrado, agitando a mistura para dissolver a pepsina;

3) O pH da solução é então de cerca de 1,5 a 2;
4) Para a digestão, o balão é colocado numa estufa de 40ºC a 41ºC durante cerca de quatro horas. Durante esse tempo é regularmente agitado, pelo menos, duas vezes por hora;

5) A solução digerida é filtrada com a ajuda do crivo pelo funil cónico de separação de 2 l e deixada em repouso no suporte durante, pelo menos, uma hora;

6) Retira-se um volume total de, aproximadamente, 45 ml para uma proveta graduada e reparte-se por três placas de Petri de fundo dividido em quadrados;

7) Cada placa de Petri é minuciosamente examinada ao estereomicroscópio para detecção das larvas;

8) Em caso de utilização de cuvettes para a contagem das larvas, os 45 ml são repartidos em duas cuvettes e examinados ao triquinoscópio;

9) As larvas aparecem no depósito como organismos identificáveis e, se a água estiver morna, observam-se, frequentemente, os enrolamentos e desenrolamentos da espiral;

10) Os líquidos de digestão devem ser examinados assim que estiverem preparados. O exame nunca deve ser adiado para o dia seguinte. Se a transparência dos líquidos de digestão for insuficiente ou se não forem examinados nos 30 minutos seguintes à sua preparação, devem ser clarificados do seguinte modo: deitar a amostra final de 45 ml numa proveta graduada e deixar sedimentar durante 10 minutos. Após este período de tempo, tomar 30 ml do líquido sobrenadante por aspiração e juntar aos 15 ml restantes numa placa de Petri ou numa cuvette para a contagem das larvas, com vista ao exame. Lava-se a proveta graduada com 10 ml de água corrente, junta-se o líquido obtido à amostra na caixa de Petri ou na cuvette para a contagem das larvas e examina-se.

Método para grupos de menos de 100 amostras:
1) Pode ser adicionado a um grupo completo de 100 amostras um número máximo de 15 amostras para serem examinadas em simultâneo. Se o número de amostras a examinar for superior a 15 e inferior a 100, o líquido de digestão deve ser reduzido proporcionalmente;

2) No caso de resultado positivo ou duvidoso do exame de uma amostra colectiva, deve ser colhida uma amostra de 20 g por cada porco, segundo as indicações da alínea b). As amostras de 20 g provenientes de cinco porcos devem ser reunidas e examinadas, segundo o método à frente descrito;

3) Deste modo, serão examinadas as amostras de 20 grupos de cinco porcos, se as triquinas são detectadas num grupo de cinco porcos, devem ser colhidas amostras de 20 g em cada animal desse grupo e examinadas, segundo o método anteriormente descrito.

IV - Método de digestão de amostras colectivas com assistência mecânica/técnica da sedimentação

a) Aparelhagem e reagentes:
1) Faca ou tesouras para cortar amostras;
2) Placas divididas em 50 quadrados, podendo conter cada uma das amostras de carne de cerca de 2 g;

3) Misturador Stomacher;
4) Ampolas de decantação cónicas munidas de capacidade de 2 l de preferência de torneiras de segurança em teflon;

5) Suportes com anéis e fixação;
6) Crivos de malha 177, de 11 cm de diâmetro exterior, com suporte em aço inoxidável;

7) Funis de diâmetro interno de, pelo menos, 12 cm destinados a receber os crivos;

8) Provetas graduadas de 100 ml;
9) Doseador de 25 ml.
10) Tinas de 3 l de capacidade;
11) Colher ou haste em vidro para agitar o líquido de digestão na tina;
12) Seringa plástica e tubo de aspiração;
13) Colher graduada de 6 g;
14) Termómetro de precisão de 0,5ºC, graduado de 1ºC a 100ºC;
15) Vibrador (por exemplo, máquina eléctrica de barbear sem cabeça);
16) Relais que acenda e apague em cada minuto;
17) Triquinoscópio com placa horizontal ou um estereomicroscópio com iluminação apropriada;

18) Cuvette para a contagem das larvas (em caso de utilização de um triquinoscópio), que deve ser formada por placas acrílicas de 3 mm de espessura e ter as seguintes características:

Fundo da cuvette: 180 mm x 40 mm, dividido em quadrados;
Placas laterais: 230 mm x 20 mm;
Placas frontais: 40 mm x 20 mm;
19) O fundo e as placas frontais devem ser fixados entre as placas laterais, de modo a formar duas pequenas placas nas duas extremidades. A parte superior do fundo deve estar sobrelevada 7 mm a 9 mm em relação à base do quadrado formado pelas placas laterais e frontais. Fixar as placas com a ajuda de cola apropriada ao material;

20) Em caso de utilização do estereomicroscópio, um certo número de placas de Petri de 9 cm de diâmetro, cujo fundo tenha sido dividido em quadrados de 10 mm x 10 mm com um instrumento pontiagudo;

21) Solução de ácido clorídrico a 17,5%;
22) Pepsina de concentração 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondendo a 1:12 500 BP (British Pharmacopea) e a 2000 FIP (Federação Internacional de Farmácia);

23) Várias tinas de 10 l, a empregar aquando da descontaminação da aparelhagem por um tratamento como o formol, e para o suco digestivo restante, em caso de resultado positivo;

24) Balança de uma precisão de 0,1 g.
b) Colheita de amostras:
1) Quando as carcaças estiverem inteiras, colher uma amostra de, aproximadamente, 2 g num dos pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a tendinosa. Se não existar pilar do diafragma, colher a mesma quantidade na parte do diafragma situada próximo das costelas ou do esterno, ou nos músculos mastigadores, ou ainda na musculatura abdominal;

2) Para os pedaços de carne, colher uma amostra de, aproximadamente, 2 g nos músculos esqueléticos, com pouca gordura e, na medida do possível, próximo dos ossos ou dos tendões.

c) Método:
1) Processo de digestão para grupos completos de amostras (100 de cada vez):
a) Envolver o misturador Stomacher 3500 com um saco duplo de plástico e regular a temperatura para 40ºC-41ºC;

b) Deitar 1,5 l de água aquecida a 32ºC-35ºC no saco interior e levar a 40ºC-41ºC;

c) Transferir para o saco 25 ml da solução de ácido clorídico a 17,5%;
d) Juntar, em seguida, 100 amostras de cerca de 1 g cada uma (a 25ºC-30ºC) colhidas em cada uma das amostras individuais, segundo o processo visado na alínea b);

e) Juntar, em seguida, 6 g de pepsina. Respeitar escrupulosamente a ordem das operações, de modo a evitar a decomposição da pepsina;

f) Agitar no Stomacher durante 25 minutos;
g) Tirar o saco de plástico do Stomacher, filtrar o líquido de digestão com a ajuda do crivo e deixar numa tina de 3 l;

h) Lavar o saco de plástico com cerca de 100 ml de água, que são utilizados para passar o crivo e adicionados ao filtrado da tina. Podem ser adicionadas 15 amostras individuais, no máximo, ao grupo completo de 100 amostras para exame em simultâneo com estas últimas;

2) Processo de digestão para grupos de menos de 100 amostras:
a) Envolver o misturador Stomacher 3500 num saco de plástico duplo e regular a temperatura para 40ºC-41ºC;

b) Preparar um líquido de digestão, misturando cerca de 1,5 l de água e 25 ml de ácido clorídrico a 17,5%. Juntar 6 g de pepsina e misturar a uma temperatura de 40ºC-41ºC. Respeitar escrupulosamente a ordem das operações para evitar a decomposição da pepsina;

c) Determinar um volume de líquido de digestão correspondente a 15 ml por grama de amostra e transferi-lo para o saco plástico interior ao mesmo tempo que as amostras de carne de cerca de 1 g (a 25ºC-30ºC) colhidas em cada uma das amostras individuais, segundo o procedimento visado na alínea b);

d) Deitar água, a cerca de 41ºC no saco exterior até obter um volume total nos dois sacos de 1,5 l;

e) Misturar no Stomacher durante 25 minutos;
f) Retirar o saco de plástico do Stomacher, filtrar o líquido de digestão com a ajuda do crivo e deixar numa tina de 3 l;

g) Lavar o saco de plástico com cerca de 100 ml de água, em seguida utilizada para passar o crivo, e adicionar ao filtrado da tinta;

3) Isolamento das larvas por sedimentação:
a) Juntar ao líquido de digestão 300 g-400 g de gelo em palhetas ou moído para obter um volume de cerca de 2 l. Agitar até que o gelo esteja fundido. No caso de grupos mais pequenos [caso referido no n.º 2)], a quantidade de gelo deve ser reduzida consequentemente;

b) Transferir o líquido de digestão arrefecido numa ampola de decantação de 2 l com vibrador fixo por pinça suplementar;

c) Para a sedimentação deixar o líquido na ampola de decantação durante 30 minutos, fazendo alternar um minuto de vibração e um minuto de paragem;

d) Após 30 minutos, introduzir rapidamente 60 ml de sedimento numa proveta graduada de 100 ml (após utilização, passar o funil com uma solução detergente);

e) Deixar repousar a amostra de, pelo menos, 60 ml, retirar o líquido sobrenadante por aspiração, deixando na proveta um volume de 15 ml, que será examinado para pesquisar a presença das larvas;

f) Para a aspiração, utilizar uma seringa de plástico de uso único, de tubo plástico, cujo comprimento deverá permitir introduzir 15 ml de líquido na proveta graduada quando o canhão da seringa estiver ao nível do bordo do cilindro;

g) Introduzir os 15 ml restantes numa cuvette para a contagem das larvas ou em duas caixas de Petri e examinar ao triquinoscópio ou ao estereomicroscópio;

h) Os líquidos de digestão devem ser examinados quando estiverem prontos e em nenhum caso se deve adiar o exame para o dia seguinte;

i) Se os líquidos de digestão não estão suficientemente transparentes ou se não foram examinados nos 30 minutos seguintes à sua preparação, devem ser clarificados, deitando a amostra final de 60 ml numa proveta graduada e deixando sedimentar durante 10 minutos;

j) Retirar 45 ml do líquido por aspiração e juntar aos 15 ml restantes água corrente até obter um volume total de 45 ml;

l) Após novo período de 10 minutos de repouso, retirar 30 ml do líquido sobrenadante por aspiração, deitar os 15 ml restantes numa placa de Petri ou numa cuvette para a contagem das larvas e exame posterior. Lavar a proveta graduada com 10 ml de água corrente. Juntar o líquido obtido à amostra na placa de Petri ou na cuvette para a contagem das larvas e examinar;

m) Em caso de resultado positivo ou duvidoso do exame de uma amostra colectiva, deve ser colhida uma amostra de 20 g de cada porco, segundo as indicações da alínea b). As amostras de 20 g provenientes de cinco porcos devem ser reunidas e examinadas, segundo o método à frente descrito. Deste modo, serão examinadas as amostras de 20 grupos de cinco porcos. Se as triquinas forem detectadas num grupo de amostras de cinco porcos, devem ser colhidas amostras de 20 g em cada animal deste grupo e examinadas segundo o método atrás descrito.

V - Método de digestão de amostras colectivas com assistência mecânica/técnica de isolamento por filtração

a) Aparelhagem e reagentes - para além dos mencionados na alínea a) do método IV:

1) Funil Gelman de 1 l com suporte para filtro (diâmetro do suporte 45 mm);
2) Discos filtrantes compostos de:
a) Rede de aço inoxidável de malha de 35 mm com 45 mm de diâmetro;
b) Dois anéis em borracha de 1 mm de espessura com 45 mm de diâmetro externo e 38 mm de diâmetro interno; a rede de aço inoxidável deve ser colocada entre os dois anéis e fixada com a ajuda de uma cola de dois componentes adaptada aos materiais;

3) Balão Erlenmeyer de 3 l com tubo lateral de aspiração;
4) trompa de água;
5) Sacos de plástico de, pelo menos, 80 ml de capacidade;
6) Solda-sacos;
7) Renilase 1:150 000 unidades 50 x let por grama.
b) Colheita das amostras - v. alínea b) do método IV.
c) Método:
1) Processo de digestão:
a) Grupos completos de amostras (l00 de cada vez) - v. n.º 1) da alínea c) do título IV;

b) Grupos de menos de 100 amostras - v. n.º 2) da alínea c) do título IV;
2) Isolamento das larvas por filtração:
a) Juntar ao líquido de digestão 300 g-400 g de gelo em palhetas ou gelo moído para obter um volume de cerca de 2 l. No caso de grupos mais pequenos, a quantidade de gelo deve ser, consequentemente, reduzida;

b) Agitar o líquido de digestão até que o gelo esteja fundido. Deixar repousar o líquido arrefecido durante, pelo menos, três minutos para que as larvas possam enrolar-se;

c) Montar o funil Gelman com suporte para filtro, no qual se encontra um disco filtrante, num Erlenmeyer ligado a uma trompa de água;

d) Introduzir o líquido de digestão no funil Gelman e filtrar. No fim a passagem do líquido pelo filtro pode ser acelerada, procedendo-se a uma aspiração por meio da trompa de água. Terminar a aspiração quando no funil estejam 2 ml a 5 ml de líquido;

e) Após filtração de todo o líquido de digestão, retirar o disco filtrante e colocá-lo num saco de plástico de 80 ml, juntando 15 ml a 20 ml de solução de renilase em 100 ml de água corrente;

f) Praticar uma soldadura dupla do saco de plástico e colocá-lo no Stomacher entre o saco interior e o exterior;

g) Agitar no Stomacher durante três minutos, por exemplo, durante a análise de um grupo completo ou incompleto de amostras;

h) Após três minutos retirar do Stomacher o saco de plástico com o disco filtrante e a solução de renilase e abri-lo com a ajuda de tesouras. Introduzir o líquido numa cuvette para a contagem das larvas ou placa de Petri. Lavar o saco com 5 ml a 10 ml de água, que se introduzem, em seguida, na cuvette, com vista à triquinoscopia, ou numa placa de Petri para exame ao estereomicroscópio;

i) Os líquidos de digestão devem ser examinados assim que estiverem preparados. Em nenhum caso o exame deve ser adiado para o dia seguinte.

Nota. - Nunca utilizar os discos filtrantes sem estarem perfeitamente limpos. Nunca secar os discos filtrantes se não estiverem limpos.

Para limpar os discos estes devem ser colocados durante uma noite numa solução de renilase. Antes da sua utilização devem ser lavados num Stomacher com a ajuda de uma solução de renilase.

Em caso de resultado positivo ou duvidoso do exame de uma amostra colectiva, deve ser colhida uma amostra de 20 g por cada porco, segundo as indicações da alínea b). As amostras de 20 g de cinco porcos devem ser reunidas e examinadas, segundo o método acima descrito. Deste modo, efectua-se o exame às amostras de 20 Grupos de cinco porcos. Se as triquinas forem detectadas num grupo de amostras de cinco porcos, devem ser colhidas amostras de 20 g em cada animal deste grupo e examinadas, segundo o método anteriormente descrito.

VI - Método de digestão de amostras colectivas utilizando um agitador magnético

a) Aparelhos e reagentes:
1) Faca e pinças para a colheita de amostras;
2) Placas divididas em 50 quadrados que possam conter, cada uma, amostras de carne de 2 g;

3) Triturador;
4) Agitador magnético com placa aquecida de temperatura controlada e barra magnética (revestida com teflon) de cerca de 5 mm;

5) Ampolas cónicas de decantação de 2 l de capacidade;
6) Suportes com anéis e fixações;
7) Crivos de malha 177 de diâmetro exterior de 11 cm em aço inoxidável;
8) Funis de diâmetro interno de, pelo menos, 12 cm destinados a receber o crivo;

9) Tina de 3 l;
10) Provetas graduadas de uma capacidade aproximada de 50 ml ou tubos de centrifugação;

11) Triquinoscópio de placa horizontal ou um estereomicroscópio com iluminação adequada;

12) Cuvette para a contagem das larvas (em caso de utilização de um triquinoscópio), que deve ser formada por placas acrílicas de 3 mm de espessura, com as seguintes características:

Fundo da cuvette: 180 mm x 40 mm, dividido em quadrados;
Placas laterais: 230 mm x 20 mm;
Placas frontais: 40 mm x 20 mm.
O fundo e as placas frontais devem estar fixados entre as placas laterais, de modo a formar duas pegas nas duas extremidades. A parte superior do fundo deve encontrar-se sobrelevada 7 mm a 9 mm em relação à base do quadrado formado pelas placas laterais e frontais, que devem ser fixadas com a ajuda de cola apropriada ao material;

13) Várias placas de Petri (em caso de utilização de um estereomicroscópio) cujo fundo tenha sido dividido em quadrados de 10 mm x 10 mm com a ajuda de um instrumento pontiagudo;

14) Folha de alumínio;
15) Ácido clorídico a 25%;
16) Pepsina de concentração 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondendo a 1:12 500 BP (British Pharmacopea) e a 2000 FIP (Federação Internacional de Farmácia);

17) Água corrente aquecida a 46ºC-48ºC;
18) Tinas de 10 l, a empregar aquando da descontaminação da aparelhagem por um tratamento como o formol, e para o suco digestivo restante, em caso de resultado positivo;

19) Balança de 0,1 g de precisão.
b) Colheita de amostras:
1) Para as carcaças inteiras, colher uma amostra de, aproximadamente, 2 g num dos pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a tendinosa. Se não houver pilar do diafragma, colher a mesma quantidade na zona do diafragma situada próximo das costelas ou do esterno, ou nos músculos mastigadores, ou ainda na musculatura abdominal;

2) Para os pedaços de carne, colher uma amostra de, aproximadamente, 2 g nos músculos esqueléticos, com pouca gordura e, na medida do possível, próximo dos ossos e tendões.

c) Método para grupos completos de amostras (100 de cada vez):
1) Triturar na picadora 100 amostras de cerca de 1 g colhidas em cada amostra individual, segundo as indicações da alínea b), fazendo rodar o aparelho três ou quatro vezes por segundo;

2) Transferir a carne triturada para uma tina de 3 l e polvilhar com 10 g de pepsina. Introduzir numa tina 2 l de água corrente aquecida a 46ºC-48ºC e juntar 16 ml de ácido clorídrico;

3) Imergir várias vezes o dispositivo de trituração da picadora no líquido de digestão da tina para retirar as substâncias que ainda lhe estão aderentes;

4) Colocar a barra magnética na tina e cobrir com uma folha de alumínio;
5) Colocar a tina na placa aquecida do agitador magnético e accionar para a agitação. Antes de começar o processo de agitação, deve regular-se de tal modo que possa ser mantida durante o funcionamento uma temperatura constante de 44ºC-46ºC. Durante o processo de agitação o líquido de digestão deve girar a uma velocidade suficientemente elevada para formar um turbilhão central profundo, sem provocar salpicos;

6) Agitar o líquido de digestão durante 30 minutos, parar o aparelho, filtrar através do crivo num funil e recolher o filtrado numa ampola de decantação;

7) Deixar o líquido de digestão na ampola de decantação durante 10 minutos;
8) Após 30 minutos, transferir rapidamente uma amostra de 40 ml do líquido de digestão para a proveta graduada ou tubo de centrifugação;

9) Deixar repousar a amostra de 40 ml durante 10 minutos e aspirar em seguida 30 ml de líquido sobrenadante, deixando, assim, um volume de 10 ml;

10) A amostra de 10 ml de sedimento restante é deitada numa cuvette para a contagem das larvas ou numa placa de Petri;

11) Passar a proveta graduada ou o tubo de centrifugação, com 10 ml de água corrente, que do adicionados à amostra, na cuvette de contagem das larvas ou na placa de Petri. Proceder, em seguida, à observação ao triquinoscópio ou ao exame estereomicroscópio, segundo o caso;

12) Os líquidos de digestão devem ser examinados assim que estiverem preparados. Em nenhum caso o exame deve ser adiado para o dia seguinte;

13) Se os líquidos de digestão não forem examinados num período de 30 minutos a seguir à sua preparação, devem ser clarificados do seguinte modo:

a) Deitar a amostra final de cerca de 40 ml numa proveta graduada e deixar sedimentar durante 10 minutos;

b) Após este período de tempo, retirar 30 ml do líquido sobrenadante para obter um volume de 10 ml. Este volume será perfeito até 40 ml com água corrente;

14) Após novo período de repouso de 10 minutos, retirar 30 ml do líquido sobrenadante, por aspiração, para obter um volume de 10 ml, a examinar numa placa de Petri ou numa cuvette para a contagem das larvas. Lavar a proveta graduada com 10 ml de água corrente e juntar o líquido obtido à amostra, na placa de Petri ou na cuvette para a contagem das larvas, com vista ao exame;

15) Se o exame evidenciar que o sedimento não é límpido, a amostra deve ser deitada numa proveta graduada e o seu volume elevado a 40 ml com água corrente. Aplica-se, em seguida, o método anteriormente referido.

d) Método para grupos de menos de 100 amostras:
1) 15 amostras de 1 g cada uma podem, se necessário, ser adicionadas a um grupo de 100 amostras e examinadas ao mesmo tempo que estas últimas, segundo o método descrito na alínea c). Mais de 15 amostras devem ser examinadas como grupos até 50 amostras, podendo os líquidos de digestão ser reduzidos a 1 l;

2) Em caso de resultado positivo ou duvidoso ao exame de uma amostra colectiva, deve ser colhida uma amostra de 20 g em cada porco, segundo as indicações citadas na alínea b). As amostras de 20 g provenientes de cinco porcos devem ser reunidas e examinadas segundo o método anteriormente descrito. Deste modo, serão examinadas as amostras de 20 grupos de cinco porcos. Se as triquinas forem detectadas num grupo de amostras de cinco porcos, devem ser colhidas em cada animal pertencente a esse grupo 20 g e examinadas segundo o método anteriormente descrito.

VII - Método de digestão automática de amostras colectivas até 35 g
a) Aparelhos e utensílios; reagentes:
1) Faca ou tesouras para corte das amostras;
2) Tabuleiros marcados com 50 quadrados cada um que permitem conter amostras de, aproximadamente, 2 g;

3) Misturador tricomático 35, com dispositivos de filtração;
4) Solução de ácido clorídrico a 8,5% + 0,5% em peso;
5) Filtros transparentes de membrana policarbonatada, com um diâmetro de 50 mm e uma dimensão dos poros de 14 (mi);

6) Concentração da pepsina: 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondente a 1:12 500 BP (British Pharmacopea) e a 2000 FIP (Federação Internacional de Farmácia);

7) Balança, com uma precisão de 0,1 g;
8) Pinças com uma extremidade plana;
9) Diversas lâminas de microscópio com um comprimento lateral de, pelo menos, 5 cm, ou diversas placas com um diâmetro de, pelo menos, 6 cm, em que sejam marcadas, na face inferior, áreas com uma dimensão de 10 mm x 10 mm por meio de um instrumento pontiagudo;

10) (Estereo) microscópio, com luz transmitida (ampliação de 15-60 vezes), ou um triquinoscópio, com uma mesa horizontal;

11) Recipiente para recolha dos líquidos residuais;
12) Vários recipientes de 10 l, a utilizar por ocasião da descontaminação, como o tratamento com formol, dos aparelhos e utensílios, e para o suco digestivo restante, em caso de resultados positivos.

b) Colheita de amostras:
1) Quando as carcaças são inteiras, retirar uma amostra de, aproximadamente, 2 g de um dos pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa. Na falta de pilar do diafragma, retirar a mesma quantidade na porção do diafragma situada próximo das costelas ou do esterno, ou nos músculos mastigadores, ou ainda na musculatura abdominal;

2) Para os pedaços de carne, retirar uma amostra de, aproximadamente, 2 g dos músculos esqueléticos que contenham pouca gordura e, na medida do possível, próximo dos ossos ou dos tendões.

c) Técnica:
1) Processo de digestão:
a) Colocar o misturador com um dispositivo de filtração, ligar o tubo dos desperdícios e levar o tubo ao recipiente destinado aos resíduos;

b) Quando o misturador estiver ligado, iniciar-se-á o aquecimento;
c) Antes do arranque deve ser aberta e fechada a válvula inferior, localizada debaixo da câmara de reacção;

d) Tomam-se então até 35 amostras de, aproximadamente, 1 g cada uma (a uma temperatura de 25ºC a 30ºC), retiradas de cada uma das amostras individuais, em conformidade com o disposto na alínea b). É necessário assegurar que os pedaços maiores de tendões sejam removidos, dado que tal pode formar coágulos no filtro de membrana;

e) Deitar água na extremidade de uma câmara de líquido, ligada ao misturador (aproximadamente, 400 ml);

f) Deitar cerca de 30 ml de ácido clorídrico (8,5%) na extremidade da câmara de líquido mais pequena, ligada ao misturador;

g) Colocar o filtro de membrana debaixo do filtro grosseiro, no suporte adequado do sistema de filtragem;

h) Por último, adicionam-se 5 g de pepsina. A ordem de adição deve ser estritamente respeitada, a fim de evitar a decomposição da pepsina;

i) Fechar as tampas das câmaras de reacção e de líquido;
j) Seleccionar o período de digestão. Utilizar um período de digestão curto (5 minutos) para suínos com uma idade normal para abate e um período de digestão prolongado (8 minutos) para as outras amostras;

l) A distribuição automática tem início quando é accionado o botão de arranque do misturador e a digestão e a filtração que se segue prosseguem automaticamente. Após 10 a 13 minutos, o processo está terminado e pára automaticamente;

m) A tampa da câmara de reacção é aberta caso se verifique que a câmara está vazia. Se existir espuma ou se permanecer líquido de digestão na câmara, repetir o processo, em conformidade com n.º 4) da alínea c);

2) Recuperação das larvas:
a) Desmontar o suporte do filtro e transferir o filtro de membrana para uma lâmina de microscópio ou uma placa de Petri;

b) O filtro de membrana é examinado por meio de um microscópio ou de um triquinoscópio;

3) Equipamento de limpeza:
a) No caso de ser obtido um resultado positivo, a câmara de reacção do misturador deve ser cheia até dois terços com água em ebulição. É vazada água canalizada vulgar na câmara de líquido ligada até que seja coberto o nível mais baixo do sensor. É efectuado o programa automático de limpeza. Descontaminar o suporte do filtro, bem como o equipamento restante, por exemplo, através de um tratamento com formol;

b) Depois do trabalho diário, encher com água a câmara de líquido no misturador e efectuar um programa normal;

4) Método a utilizar quando a digestão é incompleta e, em consequência, a filtração não pode ser realizada - quando o processo automático no misturador é efectuado em conformidade com o n.º 1) da alínea c), abrir a tampa da câmara de reacção e verificar se existe espuma ou permanece líquido na câmara. Em caso positivo, proceder do seguinte modo:

a) Fechar a válvula inferior, localizada debaixo da câmara de reacção;
b) Desmontar o suporte do filtro e transferir o filtro de membrana para uma lâmina de microscópio ou uma placa de Petri;

c) Colocar um novo filtro de membrana no suporte do filtro e fazer a sua montagem;

d) Deitar água na câmara de líquido do misturador até que seja coberto o nível mais baixo do sensor;

e) Efectuar o programa automático de limpeza;
f) Depois de ter terminado o programa de limpeza, abrir a tampa da câmara de reacção e verificar se permanecem líquidos;

g) Se a câmara estiver vazia, desmontar o suporte do filtro e transferir o filtro da membrana com uma pinça para uma lâmina de microscópio ou uma placa de Petri;

h) Os dois filtros da membrana são examinados em conformidade com o n.º 2) da alínea c). No caso de os filtros não poderem ser examinados, repetir todo o processo de digestão, utilizando um período de digestão prolongado, em conformidade com o n.º 1) da alínea c);

5) No caso de ser obtido um resultado positivo ou duvidoso, consoante o resultado obtido com a amostra colectiva, deve tomar-se uma outra amostra de 20 g de cada suíno, em conformidade com a alínea b) anterior. Estas amostras são sujeitas a pesquisa, individualmente, em conformidade com o método acima descrito.

ANEXO II
Capítulo I - Condições às quais devem responder os laboratórios de despiste das triquinas

1 - Os laboratórios de despiste de triquinas devem encontrar-se próximo dos locais de abate dos porcos e dispor, pelo menos:

a) De um local suficientemente equipado, com porta munida de fechadura, para a confecção das preparações. Devem ter paredes lisas, revestidas, até 2 m de altura, de uma pintura lavável e clara Deve prever-se um local de preparação para cada método de exame utilizado;

b) Um local de exame suficientemente equipado, com porta munida de fechadura que possa ser escurecida em caso de utilização de um triquinoscópio;

c) Equipamentos de arejamento suficientes e, se necessário, de uma instalação de climatização, permitindo obter uma temperatura ambiente que não ultrapasse mais de 25ºC;

d) Uma iluminação natural ou artificial suficiente que não modifique as cores. Deve evitar-se uma luz solar intensa;

e) Equipamentos suficientes para a limpeza e desinfecção das mãos no local de preparação;

f) Eventualmente, de uma instalação frigorífica para a conservação das amostras de carne;

g) Uma sala provida de água para a lavagem e desinfecção do material de exame (por exemplo, recipientes de amostras, compressores, pinças e tesouras) que tenha revestimento do solo impermeável e imputrescível, fácil de limpar e desinfectar, paredes lisas até uma altura mínima de 2 m, com revestimento ou pintura lavável e de cor clara;

h) A disposição anterior não é obrigatória em caso de aplicação dos métodos visados nos capítulos II, III, IV, V e VI do anexo I, na condição de os laboratórios disporem de canalizações ligadas a um sistema munido de sifão;

i) Vestiários, lavabos e locais de permanência, bem como sanitas equipadas com sifão;

j) Lavatórios com água potável corrente, fria e quente, com produtos de lavagem e desinfecção e toalhetes de uso único;

l) Recipientes herméticos estanques, resistentes à corrosão concebidos de modo a não permitirem qualquer colheita não autorizada, destinados a recolher as sobras das amostras;

m) Instalações com água potável suficiente, quente e fria;
n) Dispositivos de evacuação das águas residuais, segundo as normas que regem a aprovação dos matadouros;

o) Dispositivos apropriados de protecção contra os animais infestantes.
Capítulo II - Prescrições aplicáveis ao pessoal, locais, material e instrumentos dos laboratórios de despiste das triquinas.

1 - É exibido o mais escrupuloso estado de limpeza dos locais, material e instrumentos, bem como de higiene do pessoal.

2 - O pessoal deve, nomeadamente, utilizar vestuário de trabalho limpo e lavar as mãos várias vezes durante o dia de trabalho bem como de cada vez que este é retomado.

3 - É proibida a entrada de animais nos laboratórios de despiste de triquinas.
4 - O material e os instrumentos utilizados para o trabalho devem manter-se em bom estado de conservação e limpeza e devem ser cuidadosamente limpos e desinfectados várias vezes durante e no fim do dia de trabalho.

5 - É exibida a utilização de água potável para todas as utilizações.
6 - No que se refere ao estado de saúde do pessoal afecto à colheita de amostras de carne para exame, aplicam-se as disposições previstas nos n.os 11 e 12 do capítulo IV do anexo B da Directiva n.º 72/462/CEE .

7 - As amostras de carne necessárias para o exame devem ser colhidas imediatamente depois do abate e examinadas sem demora no laboratório de despiste das triquinas do matadouro, sendo proibido proceder a este exame fora das instalações do matadouro em que os animais foram abatidos.

8 - Para impedir o cansaço e suas consequências devem ser concedidos ao pessoal de controlo interrupções de trabalho.

Capítulo III - Prescrições relativas aos triquinoscópios
1 - A concepção e tipo de triquiniscópios devem satisfazer os seguintes critérios mínimos:

a) Facilidade de emprego;
b) Iluminação adequada, sendo necessário que os resultados do controlo sejam exactos, mesmo que os locais não estejam completamente escurecidos. A fonte luminosa deverá ser uma lâmpada de projecção de 100 (12 W);

c) Aumento suficiente:
1) Aumento de trabalho normal: 50 vezes;
2) Aumento de 80 a 100 vezes para um identificação correcta dos objectos não identificáveis com facilidade com o aumento utilizado no trabalho normal;

d) Poder separador - cada aumento deve dar uma imagem clara, precisa e de cor nítida;

e) Dispositivo de comutação - qualquer alteração de aumento deve ser acompanhada de um ajustamento automático da luminosidade da imagem;

f) Aumento do contraste:
1) O condensador deve ser equipado com um diafragma de íris que permita reforçar os contrastes para o exame aprofundado dos casos delicados;

2) O diafragma de íris deve ser de fácil regulação (por exemplo, alavanca de comando fixo na mesa do triquinoscópio);

g) Facilidade de regulação:
1) Rápida, por anel de regulação;
2) Delicada, por alavanca de comando;
h) Regulação da tensão - deve permitir obter a luminosidade requerida na situação dada;

i) Para a deslocação do compressor em sentido único deve considerar-se um sistema de bloqueio automático que assegura o deslocamento do compressor num sentido único para impedir qualquer deslocação intempestiva;

j) A superfície de projecção deve ter um diâmetro de 54 cm, no mínimo, e potência de reflexão elevada e ser durável, desmontável e fácil de limpar.

ANEXO III
Marcação das carnes que foram submetidas ao exame de despiste das triquinas
1 - A marcação das carnes deve ser efectuada sob responsabilidade do veterinário oficial, que, para este efeito, detém e conserva;

a) Os instrumentos destinados à marcação, só podendo remetê-los ao pessoal auxiliar no momento da marcação e durante o tempo necessário para esta;

b) Os selos, mencionados no n.º 5 são entregues ao pessoal no momento da utilização e em número correspondente às necessidades.

2 - A marca deve ser um carimbo redondo de 2,5 cm de diâmetro, em que devem figurar, em caracteres perfeitamente legíveis, as seguintes indicações:

a) Ao centro, a letra T em maiúsculas, cujas barras devem ter 1 cm de comprimento e 0,2 cm de largura;

b) Sob a letra T, referida anteriormente, a sigla CEE, cujas letras devem ter uma altura de 0,4 cm.

3 - As carcaças são marcadas a tinta ou a fogo na face interna das coxas, segundo o n.º 2.

4 - As cabeças são marcadas a tinta ou a fogo, com uma marca que satisfaça as disposições do n.º 2.

5 - Os bocados, à excepção dos excluídos da marcação de salubridade, previstas no n.º 3 do capítulo X do anexo B da Directiva 72/462/CEE , obtidos nas salas de desmancha a partir de carcaças regularmente marcadas, devem, desde que não tenham selo, ser marcados antes da aposição da marcação de salubridade, segundo o n.º 2. A etiqueta prevista na segunda alínea do n.º 43 atrás referido deve satisfazer as condições do n.º 2 do presente anexo.

6 - A marcação pode também fazer-se por meio de um selo de forma redonda, a fixar em cada pedaço ou carcaça, de modo a impedir a sua utilização. Este selo deve ser de material resistente que satisfaça todas as condições de higiene.

7 - No selo devem figurar em caracteres perfeitamente legíveis:
a) No centro, a letra T maiúscula;
b) Sob esta, a sigla CEE, cujas letras devem ter uma altura de 0,2 cm.
8 - Na etiqueta prevista no n.º 44 do capítulo X do anexo B da directiva mencionada no n.º 5 deve figurar, para além da marca de salubridade, uma marca legível, réplica da prevista no n.º 2.

ANEXO IV
Tratamento pelo frio
1 - As carnes importadas congeladas devem ser conservadas nesse estado.
2 - A instalação técnica e a alimentação em energia da câmara frigorífica devem ser tais que a temperatura indicada no n.º 6 possa atingir-se o mais rapidamente possível e mantida em todos os pontos da câmara frigorífica e na carne.

3 - Todas as embalagens isolantes devem ser removidas antes da congelação, salvo se a carne no momento de introdução na câmara tiver já atingido em todos os pontos a temperatura referida no n.º 6.

4 - Os lotes devem ser conservados separadamente na câmara frigorífica e guardados fechados à chave.

5 - Para cada lote devem ser registados o dia e hora da introdução na câmara frigorífica.

6 - A temperatura da câmara frigorífica deve atingir, pelo menos, 25ºC, deve ser verificada por aparelhos de medida termoeléctrica e registada de modo contínuo e não deve ser medida em corrente de ar frio. Os aparelhos de medida devem ser guardados à chave. Os gráficos devem ter a indicação dos números correspondentes ao registo da inspecção das carnes a importar, bem como do dia e hora do início e fim da congelação, e ser conservados um ano.

7 - As carnes cujo diâmetro de espessura for igual ou inferior a 25 cm devem ser congeladas, sem interrupção, durante, pelo menos, 240 horas, e no caso das cujo diâmetro ou espessura estiver compreendido entre 25 cm e 50 cm, pelo menos, durante 480 horas. As carnes cujo diâmetro ou espessura for superior a estas dimensões não devem ser submetidas a este processo de congelação. A duração de congelação calcula-se a partir do momento em que for atingida na câmara a temperatura referida no n.º 6.